生物实验室必备技能之一：质粒抽提？

文中藏有质粒小提SOP，

想要中提和大提SOP的，

可在文末留言。

质粒抽提最常用的方法是碱裂解法，它具有得率高、适用面广、快速和纯度高等特点。当然，碱裂解法也有缺陷：容易导致不可逆的变性。要降低不可逆的变性，就要控制好碱裂解的时间。

碱裂解法抽提质粒需要用到以下三种溶液

50 mmol/L 葡萄糖，25 mmol/L Tris-Cl（pH 8.0），10 mmol/L EDTA（pH 8.0），在15 psi 压力下蒸汽灭菌15 min，4℃保存。

 0.2 mmol/L NaOH（从10 mmol/L 贮存液中现用现稀释），10 g/L SDS（室温保存）。

5 mol/L乙酸钾 60.0 mL，冰乙酸 11.5 mL，无菌水28.5 mL， 4℃保存，使用时置于冰浴中。  

下面介绍一下碱裂解法小提质粒

的具体操作：

柱平衡：向吸附柱中加入500 μl平衡Buffer，12000 rpm离心30-60 s，倒掉收集管中的废液；

注意：吸附柱平衡后可最大限度激活硅基质膜，提高质粒的得率；吸附柱平衡后应立即使用，长时间放置会影响其吸附效果。

收菌：将过夜培养的菌液用8000 g，2-3 min低温离心，吸弃液体培养基；

注意：高拷贝的质粒，需要5-15 mL的培养菌液；低拷贝的质粒，则需要15-30 mL的培养菌液；残留的液体培养基过多会影响细菌的裂解效果，应尽可能吸干培养基。

向离心管中加入250 μl 溶液Ⅰ（加入RNase A），吹匀菌沉淀并将悬液转移至新1.5 mL EP管中；

注意：菌体悬浮不完全会导致裂解不完全，质粒提取量和纯度会降低。

向EP管中加入250 μl 溶液Ⅱ（裂解Buffer），温和翻转EP管6-10次，使菌体充分裂解，液体变得澄清浓稠（开盖拉丝）；

注意：所用时间不宜超过5 min，以免质粒被破坏；切勿剧烈震荡；液体未变得澄清，则表明裂解不充分，可适当减少菌体量或增大Buffer使用量；若溶液Ⅱ出现浑浊，可37 ℃水浴几分钟，待液体恢复澄清即可使用。

向EP管中加入350 μl 溶液Ⅲ，温和翻转EP管6-10次，此时可观察到管内出现白色絮状沉淀，12000 rpm室温离心10 min；

注意：若上清中仍有少量白色絮状物，可再次离心2-3 min直至液体澄清。

将离心后上清转移至吸附柱中，12000 rpm离心30-60 s，倒掉收集管中的废液；

可选：向吸附柱中加入500 μl Buffer PD（富含蛋白酶），12000 rpm离心1 min，倒掉收集管中的废液；

注意：此步对富含内源核酸酶的宿主菌（endA+）是必须的，对于endA-宿主菌可省略。

向吸附柱中加入600 μl Wash Buffer（加入无水乙醇），12000 rpm离心1 min，倒掉收集管中的废液；

重复步骤8一次；

将吸附柱和收集管放回离心机中，12000 rpm空转离心2 min；

注意：此步骤非常关键，乙醇是否去除干净会影响后续的洗脱效率以及PCR等效果。

将吸附柱转移至新的1.5 mL EP管中，拿到超净工作台中开盖鼓风吹5-10 min；

向吸附柱膜的中央滴加40-50 μl预热Elution Buffer或者DD水，关盖静置3-5 min，12000 rpm离心2 min；

注意：洗脱Buffer预热后效果更好；可以根据质粒的拷贝数、宿主菌等因素调整洗脱Buffer的添加量。

离心后将EP管内的液体重新滴加至吸附柱膜上，12000 rpm离心1 min；

做好标记，取2 μl质粒跑1%琼脂糖凝胶电泳检测验证；

提取出的质粒-20℃保存。

(1) 菌体中无质粒：有些质粒本身不能在某些菌种中稳定存在，经多次转接后有可能造成质粒丢失。例如柯斯质粒在大肠杆菌中保存不稳定，因此不要频繁转接，每次接种时应接种单菌落。另外，检查筛选用抗生素使用浓度是否正确。

(2) 质粒拷贝数低：由于使用低拷贝数载体引起的质粒DNA提取量低，可更换具有相同功能的高拷贝数载体。

(3) 菌种老化：若是甘油保藏菌，需要在活化后再培养摇菌；建议涂布平板培养后，重新挑选新菌落进行液体培养。

(4) 吸附柱过载：不同产品中吸附柱吸附能力不同，如果需要提取的质粒量很大，请分多次提取。若用富集培养基，例如TB或者2×YT，菌液体积必须减少；若质粒或宿主菌是非常高的拷贝数或生长率，则需调整LB培养液体积。

(5) 碱裂解不充分：使用过多的菌体培养液，会导致菌体裂解不充分，可减少菌体用量或增加溶液Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ的用量。对低拷贝数质粒提取时，可加倍使用溶液Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ，有助于增加质粒提取量和质粒质量。

(6) 溶液使用不当：溶液Ⅱ和Ⅲ在温度较低时可能出现浑浊，应置于37 ℃保温片刻直至溶解为清亮的溶液，才能使用。

(7) 洗脱液加入位置不正确：洗脱液应加在硅胶膜中心部位，以确保洗脱液会完全覆盖硅胶。膜的表面，达到最大洗脱效率。

(8) 洗脱液不合适：DNA只在低盐溶液中才能被洗脱，pH洗脱效率取决于pH值。最大洗脱效率在pH 7.0-8.5之间。当用水洗脱时确保其pH值在此范围内，如果pH过低可能导致洗脱量低。洗脱缓冲液加热至60℃后使用有利于提高洗脱效率。

(9) 洗脱体积太小：洗脱体积对回收率有一定影响。随着洗脱体积的增大回收率增高，但产品浓度降低。为了得到较高的回收率可以增大洗脱体积。

(10) 洗脱时间过短：洗脱时间对回收率也会有一定的影响。洗脱时放置1 min可达到较好的效果。

(11) 乙醇残留：漂洗液洗涤后应离心尽量去除残留液体，树脂型试剂盒漂洗后应晾干树脂，再加入洗脱缓冲液。

(12) 质粒未全部溶解：洗脱溶解质粒时，可适当加温或延长溶解时间。

 质粒纯度不高

(1) 混有蛋白质：不要过多使用菌体。溶液Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ处理并离心后，溶液应为澄清的，如果还混有微小蛋白质悬浮物，可再次离心去除后再进行下一步骤。

(2) 混有RNA：RNase A处理不彻底，请减少菌体用量或加入溶液Ⅲ后室温放置一段时间。如果溶液Ⅰ已保存6个月以上，要及时向Ⅰ中添加RNase A。

(3) 混有基因组DNA：加入溶液Ⅱ、Ⅲ后应温和混匀，若剧烈震荡，可能把基因组DNA剪切成碎片混在质粒中。如果加入溶液Ⅱ后过于黏稠，无法温和混匀，请减少菌体用量。细菌培养不要超过16 h，时间过长会导致细胞和DNA的降解。

(4)溶液Ⅲ加入时间过长：溶液Ⅲ加入后，放置时间不要太长，否则有可能产生小片段DNA污染。

(5) 宿主菌含大量核酸酶：宿主菌含大量核酸酶，在质粒提取中降解质粒DNA，影响提取质粒DNA的完整性，最好选用不含核酸酶的大肠杆菌宿主菌，例如DH5α和TOP10。

(6) 裂解时间过长：加入溶液Ⅱ后裂解时间不宜超过5 min。

(7) 质粒的二聚体和多聚体形式：是质粒复制过程中形成的，与宿主菌相关，电泳可检测出。

质粒浓度的检测

DNA纯度的判断大多根据OD260/OD280的比值检测，符合要求、纯度高的DNA样品其OD260/OD280在1.8-2.0之间，低于此范围表明蛋白质含量超标，高于此范围表明样品中含有RNA。

DNA的纯度也可以根据OD260/OD230的比值判断，OD230主要评估样品中是否存在一些有机污染物，如碳水化合物，多肽，苯酚等。纯度较高的DNA样品OD260/OD230的比值在2.0-2.5之间，比值小于2.0则表示存在有机物的污染，比如乙醇或者酚类残留。如果遇到此种情况，可以再沉淀一次，然后重复乙醇洗涤的过程。