取小白鼠一只，25g左右，称体质量，计数呼吸频率及观察呼吸深度。将鼠放入广口瓶中慢慢通入氯qi，待瓶中生成一层薄薄云雾状气体后中止通气。观察动物一般表现及呼吸变化。动物死后即解剖，切开胸腔观察肺组织变化，然后用线结扎气管下端，在结扎的上端剪断气管取出全肺，清除肺周围的其他组织。将肺放在玻璃培养皿内，用纸吸去其外表水分，称取肺的质量，计算肺占体重的百分数，与正常动物对照。

将12 mg·L-1双光气滴在滤纸上，干后放入密闭容器内，将小鼠置于容器内15min，即可形成肺水肿，全部操作应在通风橱进行数。

双光气主要作用于呼吸器官，认为是刺激呼吸道感受器，通过迷走神经将冲动传入四叠体以下中枢，再通过交感神经将冲动传至肺血管，使其通透性增高，而发生肺水肿。

大鼠按随机数字表分对照组（10 只）和甲醛组（14 只）。称量，标记，装入大鼠笼中，置于染毒箱正中，启动加氧泵并盖好箱盖，动物出现明显症状时开始计时，让大鼠在箱内连续吸入甲醛染毒素 2 h，密切观察大鼠的一般反应情况并记录，期间每隔25~30 min给箱内喷入雾化甲醛1次，每次约10 mL 。染毒结束后取出大鼠，放室外通风处，禁食不禁水，过5h后大鼠颈椎脱臼处死，称体质量及心脏和肺脏湿质量，计算心肺系数、肺指数。

称重实验组大鼠腹腔注射6%氯化铵，然后观察一般情况和呼吸，存活时间。对照组不作任何处理，对动物实行安乐死。解剖，先结扎气管以免液体外溢，将肺和心脏一起取出，剪除心脏和其它脂肪组织，用滤纸吸去肺表面的液体，用天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数>1%，证明肺水肿已形成。

有研究者建立了大鼠的实验性肺水肿动物模型。大鼠称质量后，用20%乌拉坦（5 mL·kg-1）腹腔注射麻醉或1%戊巴比妥钠5 mL·kg-1肌肉注射麻醉，背位固定，做颈部正中纵切口（长2cm），分离气管、左侧颈总动脉及右侧颈浅静脉。插入气管插管固定，然后将其的一端与压力换能器相连并连接在微机记录系统，描记呼吸曲线。结扎颈浅静脉远心端，在近心端插入静脉插管（内充 0.1%的肝素化生理盐水）结扎固定，注入0.5%肝素（0.01 mL·kg-1）抗凝。结扎颈总动脉远心端，动脉夹夹闭近心端，插入充满0.1%肝素的动脉插管结扎固定，将动脉插管经压力换能器连于记录仪或微机系统上，记录一段正常血压曲线。经颈浅静脉推注0.01%的肾上腺素（0.1 mL·100 g-1），观察动物的表现及存活时间。动物死亡或处死后，同上取出肺脏，称重并计算肺质量系数。

将试验动物大鼠随机分成2组，A组8只，B组12只。A组为正常对照组，不作任何处理；B组（试验组）为油酸致伤组，称质量，并沿大鼠尾静脉注射油酸0.2 mL·kg-1，推注后观察大鼠呼吸频率、湿啰音、咳血、身体抽搐等体征变化出现的时间，并与A组进行比较。1.5h后处死，A 组动物也在同一时间处死。解剖时，先结扎气管以免液体外溢，然后将肺和心脏一起取出，剪除心脏和脂肪组织，并用滤纸吸去肺表面的液体，最后用天平分别称量 A、B组大鼠的肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数>1%，证明肺水肿形成。

有研究者采用大鼠，称重，实验组大鼠腹腔注射25%氯仿12mL·kg-1，然后观察一般情况和呼吸，存活时间。对照组不作任何处理，对动物实行安乐死。解剖，先结扎气管以免液体外溢，将肺和心脏一起取出，剪除心脏和其它脂肪组织，用滤纸吸去肺表面的液体，用天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数 >1%，证明肺水肿已形成。

称重家兔2%普鲁卡因局部麻醉，将动物仰卧固定于实验台上，分离一侧颈总动脉以备取血，用BL-410生物机能实验系统记录心率及呼吸频率。注入生理盐水（10 mL·kg-1），迷走神经组切断家兔颈部两侧迷走神经。各组动物以出现进行性呼吸困难、发绀、鼻溢出粉红色泡沫样痰，可闻及湿性啰音并逐渐增强为建模成功。

沿家兔耳缘静脉注入1∶5000肾上腺素 0.4~0.6 mg·kg-1；或在快速输入大量生理盐水后，将0.1%肾上腺素 0.5 mg·kg-1用生理盐水稀释10倍后加入输液瓶中，继续滴注，可造成肺水肿。肾上腺素复制肺水肿模型简单、易操作、临床症状典型，经济易行且重复性好，有关检测指标的变化充分体现了该型肺水肿的许多临床特点。在注入后5min可听及湿啰音，30min后即出现粉红色样痰，所测得的肺系数大于正常值约３倍左右。

称重，用25%乌拉坦100mg·kg-1耳缘静脉注射麻醉家兔，固定手术台上。剪去颈部被毛，分离气管，行气管插管术。沿家兔耳缘静脉注入油酸 0.08 mL·kg-1，对照组不作任何处理。观察家兔的呼吸及一般情况改变，通过计算机生物信号分析记录系统描记呼吸曲线。若呼吸曲线明显变浅变快或气管内涌出粉红色泡沫样液体，则提示肺水肿已形成，记录肺水肿形成的时间。如有家兔死亡，记录死亡时间。放血处死家兔，取气管—支气管—肺。用粗线自气管下方结扎气管，自上而下打开胸腔，将肺和心脏一起取出，剪去心脏，用滤纸吸去肺表现的水分，天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数>5.0，证明肺水肿已形成。

有研究者采用家兔，称重，用25%乌拉坦100mg·kg-1耳缘静脉注射麻醉家兔，固定手术台上。剪去颈部被毛，分离气管，行气管插管术。沿家兔耳缘静脉注入10%氯仿（0.1 mL·kg-1），对照组不作任何处理。观察家兔的呼吸及一般情况改变，通过计算机生物信号分析记录系统描记呼吸曲线。若呼吸曲线明显变浅变快或气管内涌出粉红色泡沫样液体，则提示肺水肿已形成，记录肺水肿形成的时间。如有家兔死亡，记录死亡时间。放血处死家兔，取气管—支气管—肺。用粗线自气管下方结扎气管，自上而下打开胸腔，将肺和心脏一起取出，剪去心脏，用滤纸吸去肺表面的水分，天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数>5.0，证明肺水肿已形成。

将实验动物随机分成2组。A组为正常对照组，B组为油酸致伤组，每组10只。两组动物在实验前均禁食12h。将动物用3%的戊巴比妥钠5mL和速眠新1mL肌注麻醉后，俯卧位固定于手术台。3%的戊巴比妥钠5mL·h-1维持麻醉。A组（对照组）不作任何处理，B组沿小型猪耳缘静脉缓慢注入油酸0.15 mL·kg-1，30 min内注完。观察两组动物的呼吸及一般情况改变。B组动物均以油酸推注4h后放血处死，A组动物在同一时间放血处死，打开胸腔，分离出气管，于环状软骨下结扎，在结扎处以上切断气管。B组动物用线在气管分叉处结扎以防止肺水肿液渗出，将气管连同整个肺脏取出，小心剔除肺外组织。

动物实验是生命科学研究及其他一些自然科学研究的重要手段，动物肺水肿模型可以更好的研究人类发病原因、发病机理，对于临床治疗和药物试验有重要的推动作用。目前国内外制备实验性肺水肿动物模型方法很多，但是应用不同方法和不同动物导致的肺水肿结果都需要研究。通过肺水肿动物实验，为肺水肿防治研究提供模型依据。